Ajutor la Tele2, tarife, intrebari

7.7. Metode de determinare a viabilității ouălor și larvelor de helminți

Viabilitatea ouălor de helminți este determinată de aspect, prin colorare cu vopsele vitale, cultivare in conditii optimeși stabilirea unei probe biologice.

7.7.1. Determinarea viabilității ouălor sau larvelor de helminți după aspect

Ouăle de helminți sunt microscopate mai întâi la lumină scăzută, apoi la mărire mare. În ouăle de helminți deformate și moarte, coaja este ruptă sau îndoită spre interior, plasma este tulbure și slăbită. Ouăle segmentate au bile zdrobitoare (blastomere) de dimensiuni inegale, formă neregulată, deseori deplasat la un singur pol. Uneori există ouă anormale care, în ciuda deformărilor externe, se dezvoltă normal. La larvele vii de viermi rotunzi, granularitatea fină este prezentă numai în partea mijlocie a corpului; pe măsură ce acestea mor, se răspândește în tot corpul, apar vacuole mari hialine strălucitoare, așa-numitele „șiruri de perle”.

Pentru a determina viabilitatea ouălor mature de viermi rotunzi, viermi bici, oxiuri, ar trebui provocate mișcări active larve pulmonareîncălzirea medicamentului (la o temperatură nu mai mare de 37 ° C). Este mai convenabil să se observe viabilitatea larvelor de viermi rotunzi și tricoceluși după ce acestea sunt izolate din coaja de ou prin apăsarea pe paharul preparatului cu un ac de disecție sau o pensetă.

La larvele invazive de viermi rotunzi, se observă adesea o teacă desprinzându-se la capătul capului, iar la larvele de viermi bici care s-au dezvoltat complet în ou, se găsește un stilt în acest loc la o mărire mare. La larvele de helminți moarte, indiferent de locația lor (în ou sau în afara acestuia), se observă degradarea corpului. În acest caz, structura internă a larvei devine blocată sau granulară, iar corpul devine tulbure și opac. Vacuolele se găsesc în corp, iar rupturi se găsesc pe cuticulă.

Viabilitatea oncosferelor taeniide (bovine, tenia de porc etc.) este determinată de mișcarea embrionilor atunci când sunt expuși la enzimele digestive. Ouăle se pun pe un pahar de ceas cu suc gastric al câinelui sau suc duodenal artificial. Compoziția acestuia din urmă: pancreatină - 0,5 g, bicarbonat de sodiu - 0,09 g, apă distilată - 5 ml. Paharele de ceas cu ouă se pun într-un termostat la 36 - 38 ° C timp de 4 ore. În acest caz, embrionii vii sunt eliberați de membranele lor. Cojile oncosferelor vii se dizolvă, de asemenea, în pepsină acidulată și în soluție alcalină tripsina după 6 - 8 ore într-un termostat la 38 ° C.

Dacă puneți ouă de teniide într-o soluție de 1% de sulfură de sodiu sau o soluție de 20% de hipoclorură de sodiu sau într-o soluție de 1% de apă cu clor la 36 - 38 ° C, embrionii maturi și vii sunt eliberați din membrane și nu schimbare pe parcursul unei zile. Oncosferele imature și moarte se micșorează sau se umflă și se măresc brusc, apoi se „dizolvă” în decurs de 10 minute până la 2 ore. De asemenea, embrionii vii de taeniid se mișcă activ într-un amestec de soluție de clorură de sodiu 1%, soluție de bicarbonat de sodiu 0,5% și bilă la 36 - 38 °C.

Viabilitatea Adolescaria fascioli colectată pe plante și alte obiecte ale corpurilor de apă este verificată prin examinarea lor pe o lamă de sticlă în soluție fiziologică la microscop cu o etapă de încălzire. Când larvele trematode sunt încălzite, ele încep să se miște.

Pentru a determina viabilitatea ouălor de tenie pitic, cea mai simplă metodă este a lui N.S. Ionina: la ouăle vii, perechea mediană de cârlige embrionare este fie paralelă cu cele laterale, fie acestea din urmă formează un unghi cu mediana de la bază mai mică de 45°. La ouăle moarte, perechile laterale formează un unghi cu perechea mediană la bază de mai mult de 45°, sau cârligele sunt împrăștiate aleatoriu (dispunerea lor pereche se pierde); Uneori, embrionul se micșorează și se formează granule. O metodă mai precisă se bazează pe apariția mișcărilor oncosferei în timpul unei schimbări bruște a temperaturii: de la 5 - 10 ° la 38 - 40 ° C.

Determinarea viabilității ouălor imature de nematod ar trebui studiată într-o cameră umedă (cube Petri), plasând ouă de viermi rotuși într-o soluție de formaldehidă 3% preparată într-o soluție izotonă de clorură de sodiu la o temperatură de 24 - 30 ° C, ouă de vierme într-un soluție 3%. de acid clorhidric la o temperatură de 30 - 35 ° C; ouă de oxiuri într-o soluție izotonă de clorură de sodiu la o temperatură de 37 °C. Vasele Petri trebuie deschise de 1 - 2 ori pe săptămână pentru o mai bună aerare, iar hârtia de filtru trebuie re-umedată apă curată.

Observațiile dezvoltării ouălor de helminți se efectuează de cel puțin 2 ori pe săptămână. Absența semnelor de dezvoltare în 2 - 3 luni indică non-viabilitatea acestora. Semnele dezvoltării ouălor de helminți sunt mai întâi etapele zdrobirii, împărțind conținutul oului în blastomere separate. În primele zile se dezvoltă până la 16 blastomeri, care trec în a doua etapă - morula etc.

Ouăle de anchilostoma se cultivă într-un cilindru de sticlă (50 cm înălțime și 7 cm în diametru) închis cu dop. Un amestec de volume egale de nisip steril, cărbune iar fecalele cu ouă de anchilostoma, diluate cu apă până la o consistență semi-lichidă, se toarnă cu grijă pe fundul cilindrului folosind un tub de sticlă. În 1 - 2 zile de așezare în întuneric la o temperatură de 25 - 30 ° C, larvele rabditiforme eclozează din ouă, iar după 5 - 7 zile devin filariforme: larvele se târăsc pe pereții cilindrului, unde se află. vizibil chiar și cu ochiul liber.

Ouăle de trematode care se dezvoltă în mod natural în apă, de exemplu opisthorchis, diphyllobothriidae, fasciolae și altele, sunt așezate pe un pahar de ceas, vas Petri sau alt vas și se toarnă un strat mic de apă obișnuită. La cultivarea ouălor de Fasciola, trebuie avut în vedere faptul că acestea se dezvoltă mai repede în întuneric, în timp ce în ouăle vii la o temperatură de 22 - 24 ° C, miracidiul se formează în 9 - 12 zile. La microscopia ouălor trematode în curs de dezvoltare, mișcările miracidiului sunt clar vizibile. Miracidium fasciola iese din coaja ouă numai în lumină.

Metoda Fulleborn. Larvele de anchilostoma și strongilid sunt cultivate pe agar într-o cutie Petri cu cărbune animal. După ținerea într-un termostat la o temperatură de 25 - 30 ° C timp de 5 - 6 ore, larvele se târăsc prin agar, lăsând în urmă o cale de bacterii.

metoda Harada și Mori. Adăugați 7 ml de apă distilată în eprubetele plasate într-un suport. Cu ajutorul unui bețișor de lemn, luați 0,5 g de fecale și faceți un frotiu pe hârtie de filtru (15 x 150 mm) la 5 cm de marginea stângă (această operațiune se realizează pe o foaie de hârtie pentru a proteja suprafața bancului de laborator). Apoi banda cu frotiu este introdusă în eprubetă, astfel încât capătul din stânga liber de frotiu să ajungă la fundul eprubetei. Acoperiți capătul superior cu o bucată de celofan și înfășurați-l strâns cu o bandă elastică. Pe eprubetă sunt scrise numărul și prenumele persoanei examinate. În această stare, tuburile sunt păstrate timp de 8 - 10 zile la o temperatură de 28 °C. Pentru a studia larvele, scoateți capacul din celofan și îndepărtați o bandă de hârtie de filtru cu penseta. Trebuie avut grijă atunci când faceți acest lucru, deoarece un număr mic de larve infecțioase se pot deplasa la capătul superior al hârtiei de filtru sau pe partea laterală a tubului și poate pătrunde sub suprafața celofanului.

Tuburile sunt plasate într-o baie de apă fierbinte la 50 °C timp de 15 minute, după care conținutul este agitat și turnat rapid într-un tub de 15 ml pentru a sedimenta larvele. După centrifugare, supernatantul este îndepărtat, iar sedimentul este transferat pe o lamă de sticlă, acoperit cu o lamă și examinat microscopic la mărire mică.

Pentru diagnosticul diferențial al larvelor filariforme, este necesar să se utilizeze datele din tabelul 3.

Tabelul 3

DIAGNOSTICUL DIFERENȚIAL AL ​​LARVELOR FILARIOIDE DE A. DUODENALE, N. AMERICANUS, S. STERCORALIS, TRICHOStrONGYLUS SP.

Larvele	Dimensiuni	Semne caracteristice
A. duodenale	Lungimea corpului aproximativ 660 µm, lungimea tecii - 720 nm	Striația calotei este mai puțin pronunțată, proeminența bucală este mai puțin vizibilă, capătul anterior al corpului (dar nu și capacul) este tocit, diametrul tubului intestinal este mai mic decât bulbul esofagian, capătul caudal este tocit.
N. americanus	Lungimea corpului aproximativ 590 microni, lungimea tecii - 660 nm	Calota este vizibil striată, în special în partea caudală a corpului, protuberanța bucală apare întunecată, capătul anterior al corpului (dar nu și capacul) este rotunjit ca un capăt îngust. ou de gaina, partea anterioară a tubului intestinal are același diametru ca și bulbul esofagian, capătul caudal este ascuțit
S. stercoralis	Lungimea corpului aproximativ 500 microni	Larva este fără teacă, esofagul are aproximativ jumătate din lungimea corpului, coada este tocită sau ramificată
Trichostrongylus sp.	Lungimea corpului aproximativ 750 µm	Lumenul intestinal nu este drept, ci în zig-zag, capătul cozii este rotunjit și în formă de nasture

7.7.2. Metode de colorare a ouălor și a larvelor de helminți

Țesuturile moarte în majoritatea cazurilor percep vopselele mai repede decât cele vii. Aceste caracteristici sunt folosite în helmintologie pentru a determina viabilitatea ouălor și larvelor de helminți. Cu toate acestea, în unele cazuri, unele vopsele sunt mai bine percepute de țesuturile vii decât de cele moarte.

Pentru definiție diferențială ouăle și larvele vii și moarte folosesc următoarele vopsele și metode.

Albastrul de metilen leucobază este adesea folosit pentru a colora țesuturile vii și moarte. O celulă sau un țesut viu reduce albastrul de metilen într-o leucobază incoloră; țesutul mort nu are această capacitate, așa că capătă culoare.

Criteriul pentru starea unui ou este colorarea embrionului, dar nu și coaja. Această abilitate este asociată cu condițiile în care oul moare. În cazurile în care membrana fibroasă dintr-un ou mort nu își pierde proprietățile semi-permeabile, nu va permite coloranților să treacă și, prin urmare, embrionul mort nu va fi pătat. Un embrion colorat indică întotdeauna moartea oului.

Pentru a colora ouăle de viermi rotunzi, puteți folosi albastru de metilen într-o soluție de acid lactic cu alcali caustic (albastru de metilen 0,05 g, sodă caustică 0,5 g, acid lactic - 15 ml). Ouăle vii nu percep culoarea; embrionii de ouă moarte devin albastri. Colorarea larvelor de viermi rotunzi cu o soluție de bază de vopsea albastru brillant cresyl la o concentrație de 1:10000 se efectuează după cum urmează: o picătură de lichid cu ouă de viermi rotuși și o picătură de soluție de vopsea de bază sunt aplicate pe o lamă de sticlă. Preparatul este acoperit cu o lamelă, care este presată strâns pe lamă în timp ce se bate ușor cu un ac de disecție. Numărul de larve care apar și gradul de colorare a acestora sunt observate la microscop; după care același medicament este din nou examinat după 2 - 3 ore. Numai larvele neformate care nu s-au pătat timp de 2 ore sunt considerate vii. Larvele moarte fie nu ies din ouă, fie devin colorate atunci când coaja se rupe (parțial sau complet).

Atunci când se determină viabilitatea ouălor de viermi rotunzi aviari, este posibil să se coloreze preparatele cu o soluție de iod alcoolică de 5%. Când este aplicat pe preparat, germenii ouălor moarte de Ascaridia apar în 1 - 3 secunde. sunt vopsite portocaliu.

Ouăle moarte de opistorhis și oncosferele de teniei de bovine sunt colorate cu o soluție de albastru de toluidină (1:1000), iar oncosferele de tenii de bovine moarte cu o soluție de albastru de cresil strălucitor (1:10000). În același timp, embrionii și cojile ouălor moarte și vii capătă culoare. Prin urmare, după colorare, ouăle și oncosferele sunt spălate în apă curată și apoi colorate cu safranină (diluată 1:10.000 în alcool 10 °C). Alcoolul îndepărtează vopseaua de pe cochilii, iar safranina o înroșește. Ca rezultat, ouăle vii devin roșii; ouăle cu embrioni morți devin albastre, dar coaja rămâne roșie. Embrionii morți ai oncosferelor tenia de bovine devin rapid, în câteva minute, roșu aprins sau culoarea roz safranină sau albastru cresyl strălucitor la o diluție de 1:4000 sau indigo carmin la o diluție de 1:1000 - 1:2000. Embrionii vii nu se schimba sub influenta acestor vopsele nici dupa 2 - 7 ore.

Pentru a determina viabilitatea ouălor de tenia pitici, se recomandă utilizarea următoarelor vopsele:

1. Albastru de creasil strălucitor (1:8000) - după 1 oră, oncosfera ouălor moarte devine deosebit de viu colorată, care iese în evidență puternic pe fundalul pal sau incolor al restului oului.

2. Safranină (1:8000 când este expus timp de 2 ore și 1:5000 pentru 3 - 5 ore).

3. Soluție 50% de acid pirogalic într-o diluție de 1:2 - atunci când este expus timp de 1 oră la o temperatură de 29 - 30 ° C (cu cât temperatura este mai mică, cu atât procesul de vopsire este mai lung).

7.7.3. Metodă luminiscentă pentru studierea ouălor și larvelor de helminți

Microscopia fluorescentă face posibilă diferența dintre obiectele vii și cele moarte fără a deteriora oul. Pentru fluorescență, nu razele ultraviolete sunt folosite, ci partea albastru-violetă lumina vizibila, cu un microscop convențional și lame de sticlă; Un set special de filtre de culoare este adăugat la iluminatorul OI-18.

Ouăle vii și moarte de viermi rotunzi, oxiuri, tenii pitici, tenia bovine, tenii late și alți helminți fluoresc diferit. Acest fenomen se observă atât în ​​timpul luminiscenței primare fără utilizarea coloranților, cât și atunci când se colorează cu fluorocromi (acridină portocalie, corifosfină, primulină, aurolină, berlerina sulfat, tripaflavină, rivanol, acrină etc.).

Ouăle de viermi rotunzi necolorate, vii, nesegmentate strălucesc în verde strălucitor cu o nuanță gălbuie; în ouăle moarte coaja radiază lumina verde mult mai strălucitoare decât partea embrionară verde închis; În ouăle de viermi rotunzi cu o larvă, apare doar coaja, iar în ouăle moarte, atât coaja, cât și larva sunt galbene strălucitoare.

Ouăle vii nepigmentate și nesegmentate de oxiuri și tenii pitici emit o lumină galben-verzuie; coaja ouălor moarte luminesce intens pe fundalul unei mase embrionare de culoare verde închis.

Cu luminiscență secundară (atunci când este colorată cu portocaliu de acridină la o diluție de 1:10.000 și 1:50.000 de la 30 de minute la 2 ore), coaja nematodelor, trematodelor și cestodelor vii și morți luminesce diferit.

Cojile ouălor vii și moarte ale viermilor rotunzi, toxocara, oxiurii, teniei pitici, teniei de șobolan, teniei taurului și teniei sunt de culoare portocalie-roșu. Embrionii de ouă vii de viermi rotunzi, toxascari, tenii de șobolan, tenii late și oncosferelor de viermi teniei bovine au fluorescentă verde închis mac sau culoare gri-verde. Ouăle embrionare moarte ale acestor helminți emit o culoare roșu-portocaliu „arzătoare”. Larvele vii de oxiuri și toxocara (coji de ouă eliberate) emit o lumină de culoare gri-verde; atunci când mor, culoarea se schimbă de la capătul capului la un verde deschis „arzător”, apoi galben, portocaliu și în final portocaliu strălucitor.

Când sunt colorate cu fluorocromi - coryphosphylum, primulina, ouăle moarte de viermi rotunzi și tricocemii prezintă o strălucire de la galben-liliac la roșu-cupru. Ouăle viabile nu luminesc, ci sunt vopsite în verde închis.

Ouăle vii ale trematodelor (paragonimus și clonorchis) nu luminesc atunci când sunt colorate cu portocaliu de acridină, dar ouăle moarte produc o culoare verde-gălbuie.

Metoda luminiscenței poate fi folosită și pentru a determina viabilitatea larvelor de helminți. Astfel, larvele de strongilat și rhabditatus fluorocromate cu o soluție de portocală de acridină (1:2000) strălucesc: cele vii - verzi (cu nuanță), cele moarte - cu o lumină portocalie strălucitoare.

Miracidiile vii care ies din coajă emit o lumină slabă albăstruie cu o corolă galben deschis a cililor abia vizibilă, dar la 10 - 15 minute după moarte apar cu o lumină verde deschis „arzătoare” și apoi lumină portocalie-roșie.

7.7.4. Metoda probei biologice

De exemplu, pentru a determina viabilitatea ouălor de ascaride (viermi rotunzi de porc, viermi rotunzi umani, Toxocara, Toxascaris etc.) per animal (cobai, șoareci) aveți nevoie de cel puțin 100 - 300 de ouă cu larve dezvoltate. Ouăle de Ascaris într-o soluție izotonă de clorură de sodiu sunt pipetate prin gura unui șoarece sau cobai. După 6-7 zile, animalul este sacrificat, ficatul și plămânii acestuia sunt deschise și examinate separat pentru prezența larvelor de ascaridat. Pentru a face acest lucru, ficatul și plămânii sunt tăiați în bucăți mici cu foarfecele și examinați folosind metoda Berman sau Supryaga (secțiunea 6.1.2).

Dacă animalele au fost infectate cu ouă invazive vii, atunci la autopsie, larvele de ascarid migratoare sunt găsite în ficat și plămâni.

În caz de infecție, ouăle de Fasciola din fecalele animalelor de laborator pot fi detectate la iepuri după 2 luni, în porcușori de Guineea- după 50 de zile, la șoareci - după 35 - 40 de zile.

Pentru a obține un răspuns mai rapid, animalele de laborator sunt deschise după 20 - 30 de zile și ficatul este examinat pentru prezența fasciolilor tineri.

Pentru a determina viabilitatea ouălor de tenie pitic, se recomandă, de asemenea, hrănirea acestora la șoareci albi neinfectați anterior, urmată de deschiderea animalelor după 92-96 de ore și identificarea cisticercoizilor din vilozitățile intestinale sau cestodele din lumenul intestinal.

Pentru a determina viabilitatea ouălor de opistorhis se recomandă o metodă (German S.M., Baer S.A., 1984), bazată pe activarea fizico-chimică a glandei de ecloziune miracidium și stimularea activitate motorie larve, ceea ce duce la deschiderea capacului de ou și eliberarea activă de miracidiu în condiții experimentale.

Suspensia de ouă de opistorhis în apă este prerăcită la 10 - 12 °C (toate operațiunile ulterioare se efectuează la temperatura camerei 19 - 20 °C). Se adaugă 1 picătură de suspensie care conține 100 - 150 de ouă într-un tub de centrifugă. Eprubeta se pune într-un suport timp de 5 - 10 minute. În acest timp, toate ouăle reușesc să se scufunde în fund. Apoi, excesul de apă este aspirat cu atenție cu o bandă de hârtie de filtru și se adaugă 2 picături dintr-un mediu special în eprubetă. Mediul este preparat în tampon Tris-HCI 0,005 M; se adaugă în tampon o soluție de etanol 12 - 13% și un colorant (fucsin, safranină, eozină, albastru de metilen etc.). Se agită eprubeta, se pipetează conținutul pe o lamă de sticlă și se lasă timp de 10 minute, agitând ușor. Apoi adăugați 2 picături din mediul specificat. Preparatul este gata pentru microscopie sub un microscop cu lumină convențional la mărire de 20x.

În acest timp, capacul larvelor viabile se deschide, iar miracidiul iese activ în mediul specificat. Datorită prezenței etanolului în el, acestea sunt imobilizate după 2 - 5 minute și apoi vopsite cu un colorant. Ele pot fi ușor detectate și numărate prin microscopie.

Pentru a efectua aceste studii, sunt necesare următoarele echipamente la locul de muncă:

1. Diapozitive.
2. Ochelari de acoperire.
3. Tije de sticlă lungi de 15-20 cm cu capete topite.
4. vase Petri.
5. Iodură de potasiu.
6. gura neutră.
7. Brilliantgrun.
8. Sudan III.
9. Alcool etilic 96°.
10. Apa distilata.
11. Solutii dezinfectante.

Pregătirea preparatelor native pentru examinarea microscopică

Preparatele pentru microscopie se prepară din scaun măcinat cu apă și din impurități vizibile(dacă există). La fecalele măcinate se adaugă o tijă de sticlă cu capătul topit. Picătura de material luată este așezată pe o lamă de sticlă, acoperită cu o lametă și apăsată ușor deasupra.

Un al doilea preparat este preparat din impurități vizibile folosind o spatulă și un ac. Mucusul, sângele, resturile alimentare și alte formațiuni sunt așezate pe o lamă de sticlă lângă primul preparat preparat din fecale măcinate și acoperite cu un pahar de acoperire (plasturile mucoase se spală mai întâi cu apă de la robinet).

Pentru o mai bună recunoaștere și detecție a elementelor microscopice ale scaunului, trei preparate sunt colorate: primul cu reactiv Lugol, al doilea cu un amestec de neutralrot + brilliantgrun și al treilea cu Sudan III.

Reactivii pentru preparatele de colorare se prepară după cum urmează:

1. Reactiv Lugol: la 2 g Iodură de potasiu se pune într-un balon de 50 ml, se adaugă aproximativ 1 ml apă distilată, se adaugă 1 g de iod cristalin și apă distilată până la semnul de 50 ml.
2. Soluție de vopsea Sudan III: se dizolvă 2 g de vopsea Sudan III în 10 ml de alcool de 96° și se adaugă 90 ml de alcool de 80° sau acid acetic glacial până se obține o culoare roșie aprinsă.
3. 1% soluție de apă neutralrot: puneți 1 g de vopsea neutralrot într-un balon de 100 ml și adăugați apă distilată până la semnul de 100 ml.
4. Soluție apoasă 2% de Brilliantgrun: 2 g de vopsea Brilliangrun se pun într-un balon de 100 ml și se completează cu apă distilată până la semnul de 100 ml.

Tehnica de colorare . La preparat se adaugă 1-2 picături de reactiv corespunzător, apoi se acoperă din nou cu o lametă și se examinează la microscop. Tehnica de studiere a preparatelor de scaun la microscop este aceeași ca.

Examinarea microscopică a elementelor scaunului

Elementele detectate în timpul examinării microscopice a preparatelor de scaun sunt împărțite în trei grupe: a) elemente alimentare (animale și origine vegetală), b) elemente peretele intestinalşi c) formaţiuni cristaline.

Prima grupă include:
A) Fibre musculare (Fig. 19). Au (în scaunul normal) aspect de patrulatere neregulate sau formațiuni rotunjite de culoare galbenă (culoare ocru), în centru sunt colorate mai intens decât la margini; la vopsire cu soluție de Lugol, capătă culoarea mahonului. Fibrele musculare nedigerate sau insuficient digerate au unghiuri clar definite, precum și striații transversale și longitudinale; astfel de fibre pot fi văzute izolate și sub formă de grupuri legate între ele.

b) Țesut conjunctiv (Fig. 20). Are aspectul unor fibre subțiri care se intersectează, apar singure sau în combinație cu grupuri de fibre musculare.

Orez. 20. Țesut conjunctiv sub formă de acumulări dense de fibre elastice.

V) Grasimi neutre (Fig. 21, 1) are aspectul unor picături incolore sau ușor gălbui de diferite dimensiuni sau bălți mari. Când sunt vopsite cu Sudan III, devin roșii, portocalii sau galbene.

Orez. 21. Grăsimi (1), acid gras(2), săpun (3, 4) în fecale.

G) Acid gras (Fig. 21, 2). Sunt cristale care arata ca niste ace, situate singure sau adunate in ciorchine. Atunci când sunt colorate cu Sudan III, acestea nu sunt colorate (picăturile și bulgări sunt colorate în același mod ca și grăsimile), cu un amestec de soluție de 1% neutralrot și 2% soluție de brilliantgruen sunt colorate în roșu.

d) Săpun(Fig. 21, 3-4) - săruri de calciu și magneziu ale acizilor grași. Ele apar sub formă de bulgări sau cristale în formă de ac, mai scurte decât acizii grași și adesea grupate în mănunchiuri. Săpunurile nu sunt colorate de Sudan III, dar amestecurile de soluție de 1% neutralrot și 2% soluție de brilliantgruen sunt colorate în verde.

e) Amidon(Fig. 22, 3). Boabele de amidon au formă rotundă sau ovală, se află izolate, fiecare bob refractează puternic lumina. În funcție de gradul de digestie a boabelor, striațiile concentrice pot fi exprimate în diferite moduri. Boabele de amidon se găsesc și în interiorul celulelor amidonoase (cartofi, fasole). Cu soluția Lugol, boabele de amidon neschimbate devin albastre, iar cele modificate devin violet-roșiatice.

și) Drojdii . Acestea sunt formațiuni de formă ovală echipate cu procese în formă de rinichi. Soluția Lugol devine roșie-gălbuie.

h) Fibre vegetale (Fig. 22). Fibrele digerabile sunt formațiuni mari transparente, de obicei necolorate, de formă neregulată, cu structură celulară (cartofi, fasole, castane etc.). Fibra nedigerabilă (coaja boabelor, vaselor vegetale, fire de păr, straturi ale epidermei etc.) prezintă spații intercelulare largi, îngroșate, celule cu dublu circuit, sunt opace, colorate maro sau galben.

Al doilea grup este format din:
A) Slime- masa transparenta omogena. Se găsește de obicei cu leucocite, eritrocite și epiteliu. Mucusul din intestinele superioare este amestecat cu fecale.

b) Leucocite. Ele pot rămâne neschimbate, dar mai des suferă dezintegrare și schimbare. Este mai bine să le distingem în preparatele colorate (soluția Lugol, Sudan III etc.). Eozinofilele conțin o granularitate uniformă, foarte refractă a luminii. Cristalele Charcot-Leyden se găsesc uneori printre eozinofile.

V) globule rosii. Poate fi neschimbat sau leșiat. Sângele poate fi excretat în fecale și sub formă de dezintegrare amorfă, de culoare maronie.

G) Epiteliu. Celule de diferite forme și dimensiuni: 1) epiteliu scuamos (căptușeală anus) - de formă poligonală, cu miez mic; 2) epiteliul care căptușește mucoasa intestinală este de formă cilindrică cu un miez clar conturat. Uneori pot fi de formă modificată și de dimensiuni diferite cu degenerare grasă și vacuolizare. In timpul degenerescentei maligne au aspect de celule polimorfe cu nucleu veziculat mare si protoplasma cu granulatie grosiera, vacuolata, situate separat si in grupuri.

Al treilea grup include formațiunile cristaline:
A) Cristale de tripelfosfat .
b) Cristale de oxalat .
V) Bilirubina .
G) Hematoidină .

O descriere detaliată a acestor elemente este dată în subiectul „”.

d) Cristale de oxid de bismut (Fig. 23, 2) - formațiuni maro închis, dreptunghiulare sau rombice. Găsit după ce am luat săruri de bismut.

e) Săruri de bariu(Fig. 23, 1) - bulgări mici, omogene, incolore. Apare în câteva zile după examinarea cu raze X a stomacului.

și) Particule de cărbune (Fig. 23, 3). Sunt vopsite în negru și seamănă cu cristalele de bismut în formă.

Smochin. 23. Săruri de bariu (1), bismut (2), cărbune (3).

Înainte de a efectua tratament și măsuri preventive pentru anumite helmintiază ale animalelor agricole și comerciale, este necesar să se facă un diagnostic precis al bolii în timp util. Există două grupuri de metode de diagnosticare a helmintiazelor - intravitale și postmortem. În plus, trebuie să se poată diferenția între helmintiază și alte boli invazive și infecțioase.

Diagnosticul intravital al helmintiazelor

Diagnosticul helmintiazelor în timpul vieții animalelor se face pe baza rezultatelor metode de laborator deparazitarea de cercetare și diagnostic (metode directe), precum și reacții imunobiologice (metode indirecte). Datele cercetării joacă un rol de sprijin în diagnosticarea helmintiazelor gazde intermediare(pentru biohelmintiază), observații clinice și epizootologice. Principalele metode de diagnostic sunt testele de laborator care permit adesea detectarea agenților patogeni de helmintiază sau a ouălor și larvelor acestora în excremente (fecale, urină, spută), secreții (bile), țesuturi (sânge, mușchi), organe (bucăți de piele), în continutul de punctate si abcese .

Metodele de laborator pentru diagnosticarea helmintiazelor la animale sunt ușor de implementat și destul de precise, așa că sunt utilizate pe scară largă în condiții de producție (în laboratoarele veterinare și alte instituții veterinare). În funcție de scopul urmărit, cercetarea de laborator este împărțită în metode de cercetare helmintooscopice, helmintolarvoscopice și helmintoscopice.

Metode helmintolarvoscopice cercetarea este folosită pentru depistarea larvelor de helminți (dictyocaulus, mulleria etc.). Din acest grup, studiul fecalelor folosind metodele Berman-Orlov și Vaid este adesea folosit.

Helmintoscopic sau macrohelmintoscopic cercetarea este folosită cu scop diagnostic pentru a detecta helminții sau fragmentele acestora (segmente de cuiburi) eliberate în exterior. În condiții practice, această metodă este utilizată pentru stabilirea diagnosticului de ascariază la porc, drepanidoteniază la gâște și alte helmintiază.

Dintre metodele de laborator pentru diagnosticarea helmintiazelor la animale, cele mai multe semnificație practică au: a) studii helmintocoprologice (examinarea fecalelor); b) studiul secretiilor din alte organe; c) examinarea tesuturilor.

Studii helmintocoprologice

În aceleași scopuri se propune dispozitiv special, formată din ramuri de oțel, ramuri de tranziție și două suprafețe semisferice atașate ramurilor. Prelevarea fecalelor din rectul animalelor folosind acest dispozitiv facilitează munca lucrătorilor veterinari și îmbunătățește standardul de producție al acestei manipulări.

La iepuri, fecalele în cantitate de mai multe bile sunt îndepărtate prin apăsare pe peretele abdominal din zona rectală. Uneori este acceptabil să luați probe de fecale de pe podea dacă sunt proaspete și știți de la ce animal sunt. Se iau cel puțin 10-20 g de fecale de la un animal. De la păsări, animale purtătoare de blană, câini, pisici și prădători sălbatici (în grădini zoologice), fecalele sunt colectate de pe podeaua curată a cuștilor (probe de grup).

Toate probele de fecale sunt etichetate: de-a lungul marginii pungii sau colii de hârtie (unde nu va intra în contact cu excrementele) este scris cu creion numărul probei (uneori numele vacilor). Probele fecale sunt însoțite de un inventar care indică numele fermei, echipa, specia, sexul și vârsta animalelor (pentru adulți - denumire sau număr de inventar) și data prelevării. Este recomandabil să se indice în documentul de însoțire scopul cercetării fecale (de exemplu, pentru a monitoriza deparazitarea efectuată). Este necesar să încercați să livrați rapid probe de fecale la laboratorul veterinar și să le examinați fără întârziere, deoarece la temperatura camerei, după 16-20 de ore, larvele ies din ouăle strongilelor intestinale, ceea ce complică diagnosticul de dictiocauloză și protostrongilidoză, ca precum și alte infecții cu helminți.

Dacă probele de fecale nu sunt examinate în ziua colectării, acestea sunt plasate într-un frigider sau subsol la o temperatură care să nu depășească 10°C. Dezinfectanții nu opresc dezvoltarea larvelor în ouăle de helminți. Rezultatele examinării fecale sunt înregistrate într-un jurnal special.

Echipamente pentru cercetare helmintocoprologică. Fiabilitatea studiilor helminto-coprologice în într-o mare măsură depinde de calitatea echipamentului de laborator. În 1968, în Ucraina a fost dezvoltat un set de echipamente standard pentru testarea în masă a fecalelor pentru infecțiile cu helminți. Se compune din articole realizate în principal din polistiren rezistent la impact în două culori, care sunt ușor de spălat și neutralizat (rezistă la fierbere) și sunt, de asemenea, convenabile pentru transport. Setul include cești de diferite capacități, pâlnii, eprubete conice, strecurătoare marimi diferite, un trepied cu cinci lamele (fiecare pentru șase pâlnii), cuve (după dimensiunea trepiedului), cutii pentru depozitarea vaselor, precum și becuri de cauciuc, baghete de sticlă și bucle metalice (Fig. 1).

Spre deosebire de echipamentele eterogene utilizate anterior, noul set mărește eficiența testelor de laborator ale fecalelor și productivitatea muncii medicilor veterinari, permite o gamă mai largă de studii cantitative helmintocoprologice folosind metode standardizate (controlul deparazitării) și, de asemenea, îmbunătățește latura estetică. a acestei lucrări.

Există metode calitative și cantitative pentru studierea fecalelor.

Studii calitative helmintocoprologice

Metodele de cercetare calitativă fac posibilă determinarea cu ce helminți sunt infectate animalele.

Metode helmintoovoscopice. Pentru diagnosticul intravital al infecțiilor cu helminți au fost propuse un număr mare de metode de helminto-ovoscopie, dintre care le vom lua în considerare doar pe cele care sunt mai des folosite în practica veterinară.

Majoritatea metodelor de diagnostic helmintocoprologic se bazează pe diferența de greutate specifică a ouălor, a larvelor de helminți sau a fragmentelor acestora, pe de o parte, și a lichidului în care sunt suspendate fecalele studiate, pe de altă parte. În funcție de raportul dintre greutatea specifică a acestor componente, se disting metodele de flotație, sedimentare și combinate.

Metode de flotare.În metodele de flotație (plutitoare), se folosesc lichide (soluții de sare saturată), a căror greutate specifică greutate mai mare ouă de helminți. În practica de laborator, soluția saturată este cea mai utilizată. sare de masă(gravitate specifică 1,18). Pentru a prepara o astfel de soluție, clorură de sodiu se adaugă treptat într-o tigaie cu apă clocotită în timp ce se amestecă până când se formează un mic sediment în partea de jos (aproximativ 400 g sare de masă la 1 litru de apă). Soluția fierbinte se filtrează într-o sticlă prin mai multe straturi de tifon sau vată și se folosește după răcire (în fundul sticlei ar trebui să se formeze un precipitat cristalin).

Mai rar, laboratoarele veterinare folosesc soluții saturate de sulfat de magneziu cu o greutate specifică de 1,35 (920 g la 1 litru de apă fierbinte), hiposulfit de sodiu cu o greutate specifică de 1,37 până la 1,41, în funcție de temperatură. mediu inconjurator(1750 g per 1 litru de apă fierbinte) și azotat de sodiu cu o greutate specifică de 1,4 (raportul de azotat la apă fierbinte 1:1).

Metoda Fulleborn caracterizată prin ușurința implementării și Eficiență ridicată pentru majoritatea nematodelor și cestodiazelor animalelor, prin urmare se situează pe primul loc printre alte metode de diagnostic helmintocoprologic. Pune 3-5 g de fecale într-o cană de sticlă, polistiren sau plastic cu o capacitate de 50-100 ml și, în timp ce amesteci cu o baghetă de sticlă, adaugă treptat o soluție saturată de sare de masă (clorură de sodiu) la o rată de 15- 20 de părți de lichid de flotație pe o parte de fecale. Fecalele dense de oaie pot fi mai întâi măcinate cu o cantitate mică de soluție de sare într-un mortar de porțelan, după care suspensia este turnată într-un pahar, adăugând suma necesară soluție de clorură de sodiu. Particulele mari care plutesc în sus sunt îndepărtate imediat cu un bețișor și este recomandabil să se filtreze suspensia fecală într-un alt pahar printr-o sită (uneori se folosesc strecurătoare pentru lapte). După decantarea probei încărcate timp de 45-60 de minute, trei picături de film de suprafață sunt îndepărtate cu o buclă de metal, așezate pe o lamă de sticlă și examinate microscopic fără un geam de acoperire. După fiecare test, buclele sunt spălate într-un pahar cu apă (în loc să le ardă într-o lampă cu alcool, așa cum se recomandă în unele manuale).

Metoda Kalantariană- o metodă Fulleborn modificată. O soluție saturată de azotat de sodiu este utilizată ca lichid de flotație. Timpul de decantare a suspensiei este de 15-30 minute. Folosit pentru diagnosticarea acantocefalozei.

Metode de precipitare. Metodele de sedimentare folosesc lichide cu o greutate specifică mai mică decât greutatea specifică a ouălor.

Metoda de spălare secvențială. O cantitate mică de fecalele (5 g) se amestecă într-un pahar cu o cantitate de apă de 10 ori mai mare. Amestecul se filtrează într-un pahar mare și se adaugă apă, după care filtratul se lasă să stea timp de 5 minute. Apoi stratul superior de lichid este scurs sau aspirat cu o seringă până când se formează un sediment; adăugați aceeași cantitate de apă la precipitat, amestecați și lăsați din nou 5 minute. Aceste manipulări se repetă până când stratul superior de lichid din sticlă se limpezește. Lichid ultima data se scurge, iar precipitatul se aplică pe sticlă sau într-un vas bacteriologic și se examinează la microscop. Această metodă este adesea folosită pentru a diagnostica majoritatea trematodelor și acantocefalozei.

metoda Gorshkov se bazează pe principiul sedimentării urmat de concentrarea ouălor de helminți. 150-300 g de fecale de cai se pun pe o sita metalica sau tifon intr-o palnie mare de sticla cu diametrul de 15-20 cm in partea de sus.Se pune un tub de cauciuc de 10-15 cm lungime cu o clema la capat. capătul inferior al pâlniei. Fecalele sunt slăbite și turnate în partea de sus apa calda. Fecalele sunt păstrate în pâlnie de la 4 ore până la o zi, după care clema este deschisă cu grijă, o parte din lichid este eliberată în tuburi de centrifugă și centrifugată timp de 3 minute. Lichidul este apoi scurs și sedimentul este examinat la microscop. Această metodă este utilizată pentru a diagnostica drageoza și habronematoza la cai.

Metode combinate. Pe baza principiului sedimentării și flotației ouălor de helminți, prin urmare, acestea sunt mai eficiente în comparație cu metodele de cercetare anterioare. Datorită complexității lor, aceste metode au o aplicare relativ limitată în medii industriale.

Metoda dragă. O cantitate mică de fecale (3-5 g) se agită într-un pahar cu 20-30 ml apă, amestecul este filtrat în tuburi de centrifugă și centrifugat timp de 1-2 minute, după care stratul superior de lichid este scurs și la sediment se adaugă un amestec de părți egale de glicerină și sare de masă. Amestecul din eprubete este agitat și centrifugat a doua oară. Ouăle care plutesc la suprafață sunt îndepărtate împreună cu filmul de suspensie folosind o buclă de sârmă, scuturate pe o lamă de sticlă și examinate la microscop. În absența glicerinei, fecalele pot fi amestecate cu o soluție saturată de clorură de sodiu înainte de centrifugare secundară.

metoda Shcherbovici. Tehnica de examinare a fecalelor este similară cu metoda anterioară. Diferă de acesta prin faptul că, înainte de centrifugarea secundară, se adaugă în sediment o soluție saturată de hiposulfit de sodiu (pentru macracanthorhynchoza porcilor) sau sulfat de magneziu (). În comparație cu metoda Darling, această metodă este mai eficientă.

Metoda de flotare-sedimentare a lui Demidov recomandat pentru diagnosticul fascioliazelor, precum și al altor trematode ale rumegătoarelor. O probă de fecale (3 g de la ovine și 5 g de la bovine) se pune într-un pahar de 200 ml și se toarnă în ea o soluție saturată de sare de masă și se amestecă bine cu o baghetă de sticlă, după care suspensia se lasă la stați timp de 15-20 de minute. Particulele grosiere care plutesc la suprafață sunt îndepărtate cu o linguriță de hârtie, iar lichidul supernatant este aspirat cu o seringă (când se studiază un număr mare de probe, lichidul poate fi scurs), lăsând 20-30 ml de sediment în partea de jos. . Adăugați apă în sediment la volumul complet al paharului și amestecați bine. Amestecul este filtrat într-un pahar obișnuit printr-o pânză de brânză sau o sită metalică și lăsat timp de 5 minute. Lichidul supernatant este aspirat, lăsând în fund 15-20 ml de sediment, care este transferat într-un pahar conic, clătit într-un pahar obișnuit și turnat într-un mic. Suspensia se lasă să se depună într-o cană conică timp de 3-5 minute, iar lichidul este apoi aspirat (această procedură se repetă). Sedimentul curățat este transferat pe o lamă de sticlă și examinat la microscop. Aceasta metoda mai eficientă decât metoda spălare secvențială.

Metode helmintolarvoscopice. metoda Berman-Orlov. Pentru a examina fecalele, utilizați un aparat format dintr-o pâlnie medie (plastic, polistiren sau sticlă), un tub de cauciuc (10-15 cm lungime) conectat la capătul superior la pâlnie, o clemă atașată la capătul inferior al tubului de cauciuc. , o sită metalică sau o bucată de tifon și un trepied (pentru unul sau mai multe dispozitive). Aparatul montat este umplut cu apă caldă (35-38°). 10-15 g de fecale proaspete se pun pe o sită sau se înfășoară în tifon și se coboară cu grijă într-o pâlnie. Fecalele de la oi se țin în aparat timp de 2-4 ore, iar de la viței - cel puțin 6-7 ore. Apoi clema de pe tub este slăbită, iar lichidul care curge este colectat într-o eprubetă și centrifugat timp de 2-3 minute. După aceasta, stratul superior de lichid este drenat prin răsturnarea rapidă a eprubetei, iar lichidul rămas în partea de jos este transferat pe o lamă de sticlă și examinat la microscop. Utilizarea clemelor pe un tub de cauciuc în aparatul Baermann este asociată cu inconveniente, prin urmare, în multe laboratoare veterinare, capetele inferioare ale tuburilor de cauciuc sunt conectate direct la eprubete mici. Înainte de a examina sedimentul la microscop, lichidul nu este centrifugat.

Fecalele rumegătoarelor pot fi examinate pentru nematozi pulmonari (mai ales în condiții expediționare) folosind metoda simplificată de larvoscopie a helminților (fără utilizarea pâlniilor). În acest scop, se folosesc cupe mici semi-conice (50 ml). Probele fecale sunt plasate în strecurătoare sau învelite în tifon și plasate în căni cu apă. După câteva ore, fecalele sunt îndepărtate, lichidul din cană este aspirat sau scurs, iar sedimentul este examinat la microscop.

metoda lui Vaid. Mai multe bile de fecale de la rumegătoare mici sunt așezate într-un vas bacteriologic sau pe un pahar de ceas și umezite cu o cantitate mică apa calda. După 10-20 de minute, fecalele sunt îndepărtate, iar lichidul rămas este examinat la microscop cu mărire mică. Eficacitatea acestei metode este semnificativ mai mică în comparație cu metoda anterioară, deci este mai rar utilizată pentru diagnosticarea dictocaulozei și protostrongilidozei la oi.

Metodă diagnostic diferentiat strongiloza de către larvele infecțioase. Agenții cauzali ai majorității strongilatozei intestinale au aproape aceeași structură a oului, prin urmare, cu helmintoovoscopie, se poate face doar un diagnostic de grup (de exemplu, strongilatoza).

Pentru a stabili un diagnostic (generic) mai precis, laboratoarele veterinare obțin uneori o cultură de larve infecțioase de strongilat. Aproximativ 5 g de fecale se pun într-un vas bacteriologic, se închid cu un capac și se pun într-un termostat la o temperatură de 25-30° timp de o săptămână. Apoi, fecalele cu larve sunt examinate folosind metoda Berman-Orlov (pentru a izola larvele infecțioase din fecale).

Larve infectate tipuri diferite strongilii intestinali diferă în funcție de dimensiunea corpului, structura capătului caudal al calotei și numărul de celule intestinale. De exemplu, larvele de esofagostom sunt mai mari (până la 1 mm lungime), capătul de coadă sub formă de fir al capacului este lung, iar intestinul are 20-32 de celule; Larvele de Haemonch sunt de lungime medie (aproximativ 0,8 mm), cu o coadă a capacului ca un fir, intestinul are 16 celule.

Spălarea periodică și decantarea fecalelor se repetă până când stratul superior se curăță. Stratul superior de lichid este drenat pentru ultima dată, iar sedimentul este examinat în porții mici în cuve cu fundul alb-negru. Helminții detectați sunt colectați folosind pensete, ace de disecție și perii, examinați la microscop și apoi transferați într-un lichid conservant. Pentru a identifica nematozi mici, sedimentul este examinat în continuare în secțiuni folosind o lupă binoculară sau trepied cu mărire de 10-20x.

Studii cantitative helminto-coprologice

Metoda Fulleborn standardizată mai puțin precisă în comparație cu metoda Stoll, dar datorită ușurinței implementării, este utilizată pe scară largă în practica veterinară pentru a monitoriza eficacitatea deparazitării animalelor. Din punct de vedere al tehnicii, metoda standardizată seamănă cu alte metode de studii calitative helminto-ovoscopice. Cu toate acestea, are o serie de caracteristici, dintre care principalele sunt următoarele: 1) cantitatea de fecale trebuie să fie egală; 2) vase de același volum; 3) timpul de decantare al suspensiilor apoase de fecale este același; 4) bucle de același diametru, studiul unui număr egal de picături.

Pentru a aproxima intensitatea invaziei dictocaulozei și progostrongilidozei la rumegătoare, se poate folosi metoda standardizată Berman-Orlov. Fiabilitatea rezultatelor crește odată cu creșterea numărului și frecvenței studiilor.

Studiul secrețiilor din alte organe

Examinarea conținutului cavităților conjunctivale este utilizată pentru a diagnostica telazioza la bovine (patogen: Thelazia rhodesi). Cu ajutorul unei seringi, cavitățile conjunctivale sunt irigate cu o soluție apoasă de iod; lichidul scurs este colectat într-o cuvă sau bazin în formă de rinichi și inspectat pentru prezența teteliei. În acest caz, o soluție apoasă de iod are, de asemenea, un efect de vindecare.

Studiul secreției din cloaca se efectuează pentru diagnosticul intravital. Mucusul care se scurge este plasat pe o lamă de sticlă și examinat la microscop pentru a detecta ouăle agentului patogen.

Examinarea răzuirilor din pliurile perianale este principala metodă de diagnosticare. Folosind un bețișor în formă de spatulă sau chibrit umezit cu un amestec din părți egale de glicerină și apă, răzuiți pliurile perianale ale perineului și suprafata interioara rădăcina cozii. Răzuirea se transferă pe o lamă de sticlă într-o picătură de glicerol cu ​​apă, se acoperă cu o lamă și se examinează la microscop. Detectarea ouălor de oxyur confirmă diagnosticul clinic.

Examinarea răzuirii pielii de la „ulcere de vară” este recomandată pentru diagnostic formă cutanată Drasheioza și habronematoza. Se ia o răzuire de pe suprafața proaspăt ulcerată a pielii și se pune într-o picătură de acid clorhidric diluat (1:1000). Preparatul este apoi împărțit cu ace de disecție, acoperit cu o lamă și examinat la microscop pentru a detecta larvele de drashi sau gabronema.

Cercetarea țesuturilor

Examinarea pielii bovinelor (după Gnedina) este utilizată pentru a diagnostica oncocercoza. În partea de jos perete abdominal la un animal după preparare câmp chirurgical decupați o bucată mică de piele de 2 mm grosime (cu un mic boabe de ovăz), iar rana este lubrifiată cu tinctură de iod. Într-un laborator veterinar, această bucată de piele este plasată pe o lamă de sticlă într-o soluție fiziologică, despicată cu ace de disecție, apoi totul este turnat într-un tub de centrifugă și plasat într-un termostat timp de câteva ore la o temperatură de 37-38°. . Apoi fibrele pielii sunt îndepărtate, lichidul este centrifugat, iar sedimentul este microscopat pentru a detecta microonchocercurile mobile.

Examinarea pieselor musculare interpretat adesea postum. Uneori, o metodă de biopsie este utilizată pentru diagnosticul intravital al trichinelozei. Prin intervenție chirurgicală, se decupează o bucată de mușchi (de exemplu, din mușchii externi ai urechii), din care se prepară secțiuni mici (de mărimea unui bob de ovăz). Acestea din urmă se așează pe geamul inferior al compresorului, se acoperă cu geamul superior și se aduc împreună cu șuruburi până la turtirea completă. Secțiunile sunt vizualizate sub un trichineloscop, microscop cu mărire redusă, folosind un trichinoscop de proiecție sau o cameră de proiecție KT-3.

Deparazitarea diagnostică

Pentru deparazitarea diagnostică, se selectează mai multe animale, se izolează de restul animalelor și se administrează un antihelmintic doza terapeutică. Fecalele excretate de la aceste animale în decurs de una până la două zile sunt colectate și supuse helmintoscopiei pentru a detecta agentul cauzal al bolii. În condiții de producție, deparazitarea diagnostică se efectuează adesea pentru diagnosticul intravital al monieziozei la rumegătoare, a drepanidoteniei la gâște, cestodozei la carnivore, ascariazei la porci și ascariazei la pui.

Reacții imunologice

Alergic reacții cutanate propus pentru diagnosticul intravital al fasciolozei la ovine, al opistorhiei la carnivore și al monieziozei la ovine, al hemonchiozei și dictiocaulozei la ovine, al oncocercozei la bovine și cabaline și al trichinezozei la porci.

Dintre metodele serologice trebuie menționată reacția de scolexoprecipitare, care face posibilă diagnosticarea primele etape echinococoza și reacția de precipitare folosind larve vii de viermi rotunzi și trichinele pentru a identifica infecțiile cu helminți corespunzătoare.

Studiul gazdelor intermediare de helminți

Rezultatele examinării helmintologice a animalelor ar trebui să fie întotdeauna completate cu date din studiile privind infecțiile cu helminți ale gazdelor intermediare. Ele fac posibilă clarificarea situației helmintologice și prezicerea apariției helmintiazelor. Gazdele intermediare ale helminților pot fi moluște (apă dulce și uscată), crustacee (ciclopi, dafnii, amfipode, măgari de apă), râme, insecte (muște, muschi, mușcători, libelule, furnici, gândaci), acarieni de sol.

Densitatea (compoziția cantitativă) a speciilor individuale de gazde intermediare are o semnificație epidemiologică. Cu cât este mai mare, cu atât există mai multe oportunități ca animalele să se infecteze cu infecții cu helminți. Gazdele intermediare terestre sunt situate în locuri diferite ah (în grămezi de gunoi de grajd, pe padocuri, zone de pășune etc.). Gazdele intermediare acvatice în un număr imens Ei trăiesc lângă țărmurile rezervoarelor de mică adâncime, în desișuri de plante. În aceste locuri, animalele (în special) se infectează adesea cu helmintiază.

Gazdele intermediare trebuie examinate pentru prezența larvelor de helminți într-o stare proaspătă (de preferință vie) sub o lupă binoculară sau un microscop cu mărire mică. Stadiile larvare ale helminților din corpul gazdelor intermediare sunt la diferite etape dezvoltare, dar cele mai vizibile sunt larvele infecțioase. În urma cercetării, se determină amploarea (procentul) și intensitatea (cantitatea) infestării gazdelor intermediare de către larve. anumite tipuri helminti.

Acarieni oribatizi sau blindați (până la 1 mm lungime). Locuiește în straturile superioare sol. Acestea sunt gazde intermediare de moniesia rumegătoarelor și a altor helminți. Pentru a detecta larvele tenii(cisticeroizi) carapacea acarianului oribatid este mai întâi împărțită în bucăți într-o picătură de apă pe o lamă de sticlă (sub controlul lupei), apoi preparatul este acoperit cu o lametă și examinat microscopic. Cisticercoizii monesiei sunt de formă rotundă (0,15-0,19 mm în diametru), echipați cu patru ventuze și un apendice caudal. Sunt foarte delicate, așa că nu trebuie folosit testul compresorului pentru acarieni.

Râmele din alte genuri (Criodrilus, Eophila) trăiesc în corpuri de apă cu maluri mlăștinoase, noroioase. Sunt înregistrate ca gazde intermediare ale agenților cauzali ai histricozei și porrocecozei la rațe. Larva lui Histrichis este foarte mare (până la 3 cm lungime), de culoare albicioasă, vizibilă prin piele vierme sub forma unei dungi ondulate. Larvele de porrocecum sunt de zece ori mai mici decât larva anterioară (2,5-3 mm); se gasesc in vase de sângeîn timpul examinării cu compresor a râmelor la microscop.

Cercetarea amfipodelor. Amfipodele ating o lungime de până la 2 cm și trăiesc în corpuri de apă marine și de apă dulce. Sunt înregistrate ca gazde intermediare ale agenților patogeni de polimorfoză. streptocaroza și tetrameroza păsărilor. Larvele sunt descoperite în timpul examinării cu compresor a acestor crustacee. Larvele (acanthele) de polimorf sunt de formă ovală, de culoare portocalie, de până la 1 mm lungime, vizibile macroscopic.

Cercetări despre burros de apă. Măgarii de apă au între 1 și 1,5 cm lungime, trăiesc în corpuri de apă dulce și sunt gazde intermediare ale agentului cauzal al filicolozei aviare. Examinarea compresorului poate dezvălui larva (acanthella) alb, oval, 0,7 mm lungime.

De asemenea, puteți examina și alte gazde intermediare (mușcă, muschi, muște, libelule, gândaci, furnici).

Microscopia cu fluorescență

Metoda microscopiei prin luminescență (conform lui V. G. Evranova) - noua metoda diagnosticul helmintiazelor. Vă permite să diferențiați ouăle de același tip tipuri diferite helminți, precum și să distingă ouăle și larvele viabile de cele moarte. Anterior, ouăle de trematode, cestode și nematode sunt tratate cu soluții de acridină portocalie și alți fluorocromi. Ouăle viabile și larvele de nematode nu luminesc sau luminesc slab, în ​​timp ce cele moarte strălucesc puternic și sunt portocalii, galben-verzui sau galbene.

Cu microscopia fluorescentă, este posibil să se diferențieze ouăle principalelor cestode carnivore, ouăle agenților patogeni și heteracidoza găinilor, care, după cum se știe, au o structură similară ca dimensiune, formă și culoare, precum și să se facă distincția între viabile și oociste moarte ale coccidiilor.

Preparatele sunt vizualizate la un microscop MUF-3 sau ML-2. Tehnica microscopiei cu fluorescență este relativ simplă și poate fi utilizată în medii industriale (laboratoare veterinare).

Din alte studii care au o importanță secundară în stabilirea unui diagnostic de helmintiază. Puteți indica metode precum determinarea compoziției morfologice a sângelui (ținând cont de eozinofilie) și metoda de determinare a fracției proteice.

Scurte caracteristici ale ouălor de helminți

Ouăle reprezentanților diferitelor clase diferă în funcție de mărime, culoare, formă, structura cojilor și conținutul intern.

Ouă trematode. Cel mai adesea de formă ovală, cu un capac la un stâlp. Carcasa este netedă. La unele specii, coaja este echipată cu filamente (procese) și tuberculi. Culoarea ouălor variază de la gri deschis la maro (de obicei galben).

Ouă cestode. Există două tipuri: tenia și tenia. În lentenes seamănă cu ouăle trematode (ovale cu capac). Ouăle de teniei diferă foarte mult ca structură de ouăle de helminți din alte clase: sunt mai des mărime medie, de formă rotundă, de culoare gri, matur (în interiorul embrionului se află o oncosferă cu trei perechi de cârlige embrionare).

Ouă de nematode. Ele diferă de ouăle de trematode prin absența unui capac; din ouă de cestodă - absența unei oncosfere.

Dimensiunile, forma, structura și culoarea cojilor de ouă de nematod sunt foarte diverse. Înveliș exterior Poate fi netedă, tuberoasă, celulară: grosimea membranelor variază de la subțire (în strongilat) la groasă (în tricocefalie). Majoritatea nematodelor au ouă ovale, simetrice, unii au ouă semicilindrice (în drash). Majoritatea nematodelor eliberează ouă imature în stadiul de pre-segmentare sau mai multe bile de zdrobire; o minoritate eliberează ouă mature (în interiorul oului se formează o larvă).

Ouă de acanthocephalan. Au forme ovale, elipsoidale și fusiforme: dimensiunea lor este medie spre mare. alocat în Mediul extern ouăle conțin în interiorul unei larve – un acantor cu zece cârlige embrionare (matură).

Observații clinice

Date epizootologice

La diagnosticarea multor helmintiază ale animalelor de fermă, datele epidemiologice (condiții nefavorabile ale fermei pentru anumite boli, sezonul anului, vârsta animalelor bolnave, natura pășunilor și a surselor de apă, condițiile meteorologice etc.) oferă o asistență semnificativă. De exemplu, o boală în masă cu semne hidropizie abdominală iar moartea oilor în toamnă după o vară ploioasă și folosirea zonelor mlăștinoase de pășuni pentru pășunat dă motive de a suspecta o formă acută de fascioloză. Boala la gâsari de vară cu semne de tulburări digestive (diaree) și sistem nervos (pareză) după pășunatul lor pe un corp de apă stagnant de mică adâncime, populat abundent de ciclopi, stă la baza stabilirii unui diagnostic prezumtiv de drepanidoteniază. Moartea mieilor în primăvară (3-4 săptămâni după începerea pășunatului) ar trebui să ridice suspiciuni cu privire la boala oilor tinere cu monezioză. De asemenea, este necesar să se țină cont de caracteristicile zonale ale helmintiazelor la animalele domestice, de preferință în combinație cu observațiile clinice.

Pentru a detecta fragmente de helminți, fecalele sunt examinate cu ochiul liber, apoi amestecate cu apă și examinate în porții mici într-o cutie Petri pe un fundal întunecat. Toate particulele suspecte sunt plasate pe o lamă de sticlă într-o picătură de apă și examinate cu o lupă. Puteți pune o porție zilnică într-un cilindru cu adaos de 5-10 ori cantitatea de apă. După agitare, vasul este lăsat până când particulele în suspensie se depun complet. Se scurge stratul superficial de lichid și se toarnă apă curată. Sedimentul spălat se examinează în porțiuni mici cu ochiul liber sau sub lupă. Pentru detectarea ouălor se folosesc metode de examinare microscopică.

Metoda frotiului nativ. O cantitate mică de fecale din diferite locuri din porțiunea de testat este măcinată pe o lamă de sticlă într-o picătură de soluție de glicerină 50%, soluție izotonică de clorură de sodiu sau apă. Amestecul este acoperit cu o lametă și vizualizat la microscop.

Metoda de plutire Fulleborn. O parte din fecale este amestecată cu 20 de părți dintr-o soluție saturată de clorură de sodiu (gravitate specifică 1,18), adăugată în porții mici. Particulele mari care plutesc la suprafață sunt imediat îndepărtate, iar amestecul este lăsat timp de 45 de minute. În acest timp, ouăle de helminți, având o greutate specifică mai mică decât soluția de clorură de sodiu, plutesc la suprafață. Filmul de suprafață este îndepărtat cu o buclă de sârmă de aproximativ 1 cm în diametru și transferat pe o lamă de sticlă pentru examinare la microscop.

Metoda Kalantariană. Eficacitatea metodei plutitoare crește atunci când se înlocuiește clorură de sodiu cu o soluție saturată de azotat de sodiu. În acest caz, amestecul se păstrează timp de 10-15 minute.

Filmul de suprafață format după decantarea unui amestec de fecale cu o soluție de clorură de sodiu sau azotat de sodiu poate fi îndepărtat și cu o lamă de sticlă. În acest scop, un borcan umplut până la refuz cu un amestec de fecale și o soluție de sare este acoperit cu o lamă de sticlă, astfel încât suprafața sa inferioară să fie în contact cu lichidul. După decantare, sticla este îndepărtată și, întorcându-se rapid în sus cu suprafața pe care se află filmul, este examinată la microscop.

Razuirea pliurilor sperianale (pentru identificarea ouălor de oxiuri și a oncosferelor de tenia bovine) se face dimineața înainte de a face toaletă. Folosind o spatulă de lemn înmuiată în apă sau o soluție de glicerină 50%, răzuiește în jurul anusului. Materialul rezultat este transferat pe o lamă de sticlă într-o picătură de apă sau soluție de glicerol 50% și vizualizat la microscop. Spatula poate fi înlocuită cu una umedă tampon de bumbac, care se folosește pentru ștergerea zonei perianale, apoi clătiți bine cu apă. Apa este centrifugată și sedimentul este examinat la microscop.

Metoda Behrmann (pentru identificarea larvelor). Pe o pâlnie de sticlă introdusă într-un trepied se fixează o plasă metalică cu 5-6 g de fecale aplicate. Un tub de cauciuc cu o clemă este plasat la capătul inferior al pâlniei. Pâlnia este umplută cu apă încălzită la t° 50°, astfel încât Partea de jos plasa care conținea fecale a intrat în contact cu apa. Larvele se deplasează activ în apă și se acumulează în partea inferioară a tubului de cauciuc. După 4 ore, lichidul este drenat în tuburi de centrifugă, centrifugat, iar sedimentul este examinat la microscop.

Analiza sputei, mucusului nazal și secrețiilor vaginale pentru identificarea ouălor de trematod pulmonar paragonimus, a larvelor de viermi rotunzi și anchilostomiei, a ouălor de oxiuri și a fragmentelor de vezică echinococică. Porțiunea de mucus (descărcare) care este examinată este unsă pe sticlă și vizualizată macroscopic pe un fundal alb-negru și apoi la microscop. Puteți adăuga o soluție de antiformină 25% la materialul de testat, agitați bine și lăsați timp de 1-1,5 ore pentru a dizolva mucusul. Amestecul este centrifugat și precipitatul este examinat la microscop.

Analiza duodenală și suc gastric pentru identificarea ouălor de flukes hepatice, anchilostome, larve de Strongyloides. Toate cele trei porțiuni de conținut duodenal obținut cu sunt centrifugate și sedimentul este examinat la microscop. De asemenea, cercetează.

Cercetarea țesuturilor. Pentru a identifica larvele de Trichinella, bucăți de mușchi biopsiat sunt împărțite cu grijă în fibre, strânse între pahare compresoare (pahare groase cu șuruburi) și examinate la microscop cu o lumină întunecată. Pentru a identifica cisticercii, mușchii sunt disecați cu ace de disecție, vezicula izolată este curățată de țesutul înconjurător, strânsă între două lame de sticlă și examinată cu o lupă.

Test de sânge (pentru a detecta larvele de filarie). Examinați picătura agățată pe o sticlă de acoperire tăiată cu vaselină. Puteți amesteca 0,3 ml de sânge cu o cantitate de 10 ori mai mare de soluție 3%. Amestecul este centrifugat și precipitatul este examinat la microscop. Pentru a îmbogăți preparatele, adăugați 3 ml de soluție de formol 2% sau o cantitate de 5 ori de lichid constând din 95 ml de soluție de formol 5%, 5 ml de acid acetic și 2 ml de concentrat. soluție alcoolică hematoxilina. Amestecul este centrifugat, precipitatul este spălat cu apă distilată și examinat la microscop. Pentru a diferenția diferitele tipuri de filarii, se examinează frotiurile colorate prin metoda Giemsa-Romanovsky.

Metode diagnosticul imunologic. De asemenea, sunt utilizate teste de diagnostic alergic (vezi) cu tipul corespunzător de helmint (aglutinare, fixare a complementului).

Metode de cercetare helmintologică. Orez. Ouă de helminți. 1-10 - ouă viermi rotunzi(nematode): 1 - 3 - viermi rotunzi (1 - ou fecundat, 2 - ou fecundat fără albumen, 3 - ou nefertilizat); 4 - viermi rotunzi de pisică; 5 - viermi rotunzi carnivori; 5 - oxiuri; 7 - vierme; 8 - tominx; 9 - anchilostoma; 10 - tricostrongilid. 11-15 - ouă de tenie (cestode): 11 - tenia bovină; 12 - tenia pitica; 13 - tenia de șobolan; 14 - tenia de dovleac; 15 bandă lată. 16 - 24 - ouă de trematode (trematode): 16 - trematode (schistozomi) japoneze; 17 - trematode (schistozomi) urina - sexuale; 18 - trematode (schistozomi) Munson; 19 - trematode (parogonim) pulmonare; 20 - trematode (opisthorchis) siberiene (feline); 21 - trematode (clonorchis) chinensis; 22 - trematode intestinale (metagonimus); 23 - trematode (fasciole) ale ficatului; 24 - trematode (dicrocelium) lanceolate.

Protozoarele sunt împărțite în 4 clase:

Când este enchistat, microorganismul capătă o formă rotundă și este acoperit cu o înveliș protector. Sub formă de chist, protozoarele devin mai puțin sensibile la factori nefavorabili mediu inconjurator.

Următoarele pot face obiectul cercetării:

Notă:Există multe tipuri de diagnostice; vom lua în considerare acele tipuri care sunt cele mai comune în practica clinică de laborator.

Tipuri private de diagnosticare

În fiecare caz specific, asistentul de laborator are sarcina de a găsi un anumit agent patogen; uneori, alții sunt descoperiți împreună cu cel principal.

Există 6 specii ale acestui microorganism capabile să trăiască în intestinul uman. Semnificație clinică Numai ameba dizenterică, care apare sub formă vegetativă și sub formă de chisturi, are.

În plus, se folosesc metode imunologice:

• imunofluorescență indirectă;
• aglutinare indirectă (INA);
• imunodifuzie radială.

Notă: metodele serologice nu sunt foarte informative și sunt folosite doar ca adaos la principalele în cazuri dubioase.

Diagnosticarea ciliatelor (ciliatelor)

Forma patogenă a microorganismelor din acest gen este balantidium. Acesta este un microb care provoacă balantidiaza, o boală însoțită de un proces ulcerativ al intestinului gros. Agentul patogen este detectat în frotiul nativ sub forma unei forme vegetative și a unui chist. Materialul pentru frotiu (fecale și mucus) este prelevat în timpul unui examen sigmoidoscopic și semănat pe medii speciale.

Diagnosticul flagelaților (Leishmania, Giardia, Trypanosomes, Trichomonas)

Leishmania, tripanozomii, lamblia și trichomonas sunt periculoase pentru oameni.

Leishmania– microbii care provoacă leishmanioza sunt examinați în frotiuri de sânge și materiale măduvă osoasă, zgârieturi de la infiltrate cutanate. În unele cazuri, la diagnosticarea leishmaniei, se utilizează cultura pe medii nutritive.

Tripanozomi– agenți patogeni boala somnului(Tripanosomiaza americană/africană sau boala Chagas).

Varianta africană este definită în perioada initialaîn timpul cercetării sânge periferic. Pe măsură ce boala progresează, microbii patologici se găsesc în materialul puncțiilor ganglionilor limfatici, iar în stadii avansate - în lichidul cefalorahidian.

Pentru a diagnostica tripanozomii dacă se suspectează boala Chagas, materialul examinat este examinat la microscop la o mărire mică. În acest caz, frotiurile și picătura groasă sunt pre-pătate.

Trichomonas(intestinale, orale) sunt detectate prin microscopie a materialelor prelevate din mucoasele afectate.

Identificarea sporozoarelor (plasmodul malaric, agentul cauzal al coccidozei etc.)

Cea mai comună și periculoasă specie pentru oameni este plasmodiumul malaric, care are 4 tipuri principale de patogen: agentul cauzator al malariei de trei zile, malariei de patru zile, malarie tropicalăși ovalul malariei.

Dezvoltarea sexuală a Plasmodium (sporogonie) are loc la țânțarii Anopheles. Asexual (schizogonie tisulară și eritrocitară) - în țesutul și eritrocitele hepatice umane. Aceste caracteristici ale ciclului de viață trebuie luate în considerare la diagnosticare plasmodul malaric.

Astfel, în sângele unui pacient nou bolnav, pot fi detectate celule germinale ale ciclului de sporogonie. Dar la apogeul atacurilor de malarie, schizoții apar în număr mare în sânge.

Mai mult, în diferite faze ale febrei malarie, diverse forme plasmodium:

• în perioada de frig, sângele se umple cu merozoiți, un tip de schizont;
• la temperaturi ridicate, trofozoiții în formă de inel se acumulează în eritrocite;
• o scădere a temperaturii se caracterizează printr-o predominanță a trofozoiților asemănătoare amibei;
• pe perioade stare normală sângele conține forme adulte de schizoți.

Studiul agentului cauzal al malariei (plasmodul malaric) se efectuează într-un frotiu și într-o picătură groasă.

Notă:Diagnosticul malariei prin examinarea frotiurilor și a picăturilor groase de sânge este uneori eronat. Trombocitele din sânge în unele cazuri pot fi clasificate eronat ca agent patogen malaric. De asemenea, uneori fragmente de leucocite și alte celule simulează plasmodiul.

Metode de bază pentru studiul protozoarelor

Să ne uităm pe scurt la cele mai comune metode de cercetare pentru prezența protozoarelor.

Diagnosticul protozoarelor folosind un frotiu nativ și un frotiu colorat cu soluție de Lugol (în scaun)

Medicamentul este preparat dintr-o emulsie de fecale într-o soluție izotonă. Două picături de clor de sodiu și soluție Lugol sunt aplicate pe o lamă de sticlă. Materialul de testat este adăugat la ambele compoziții cu un băț de lemn și, după acoperire cu sticlă, este vizualizat la diferite rezoluții de microscop.

Protozoarele găsite sunt înregistrate pe baza anumitor caracteristici. Pentru acuratețe, pregătiți 2-3 preparate din același material. În cazurile îndoielnice, analiza se repetă de mai multe ori pe parcursul a 2-3 săptămâni.

Metoda poate detecta formele vegetative și chistice:

• lamblia;
• balantidiu;
• ameba dizenterică.

Alături de formele patogene sunt identificate și protozoarele nepatogene. Tot la purtătorii sănătoși există forme luminale și chistice.

Important:cercetarea ar trebui efectuată în mod repetat pentru a evita inexactitățile și erorile.

Rezultatul diagnosticării protozoarelor folosind metoda frotiului nativ și colorat ar trebui să conțină o descriere a formei agentului patogen (luminal, chist, țesut).

Cerințe de cercetare:

• materialul luat pentru analiză (fecale lichide) este examinat nu mai târziu de 30 de minute după defecare;
• scaunul formalizat trebuie diagnosticat în 2 ore după defecare;
• materialul nu trebuie să conțină impurități ( dezinfectante, apă, urină);
• pentru a lucra cu materialul, folosiți numai bețe de lemn, cele de sticlă nu sunt potrivite din cauza alunecării mucusului;
• Bețișoarele trebuie arse imediat după utilizare.

Metoda de conservare (examinarea scaunului) pentru diagnosticarea protozoarelor

Studiul se realizează prin fixarea protozoarelor cu un conservant. Diferența dintre această metodă și cea anterioară este că conservanții vă permit să păstrați medicamentul pentru o perioadă lungă de timp.

Conservanti folositi:

• Barrow. Conține ingrediente conservante: 0,7 ml clorură de sodiu, 5 ml formol, 12,5 ml alcool 96%, 2 g fenol și 100 ml apă distilată. Compoziție colorantă: 0,01% soluție de tionină (azura).
• Soluția lui Safarliev. Ingrediente: 1,65 g sulfat de zinc, 10 ml formol, 2,5 g fenol cristalin, 5 ml acid acetic, 0,2 g albastru de metilen, 100 ml apă. Acest conservant este utilizat în cazurile în care materialul trebuie păstrat mai mult de o lună.

Sticlele goale sunt umplute cu un conservant, materialul este transferat în ele într-un raport de 3:1, apoi se adaugă colorant dacă este necesar. Rezultatele sunt evaluate prin studierea a 2-3 medicamente.

Metoda de îmbogățire cu formol-eter (analiza prezenței protozoarelor în fecale)

Această metodă de diagnosticare vă permite să separați și să concentrați chisturile protozoare. Pentru analiză sunt necesare următoarele ingrediente: formol (10 ml), 0,85 g soluție izotonă, apă distilată, eter sulfuric, soluție Lugol.

Amestecul de biomaterial cu lichidele enumerate este amestecat și centrifugat. Sedimentul obținut la fundul eprubetei este colorat cu soluție de Lugol și examinat pentru prezența chisturilor și a formelor vegetative.

Metoda de detectare a Leishmania (frotiul de măduvă osoasă)

Pentru a diagnostica leishmanioza, se folosesc următorii reactivi: amestec Nikiforov (eter sulfuric și alcool etilic), tampon fosfat, Azur-eozin conform Romanovsky.

Substanța măduvei osoase se așează foarte atent pe o lamă de sticlă după antrenament special. Se folosește un microscop cu sistem de imersie.

În perioada acută a bolii, un număr mare de leishmanie se găsesc în punctat.

Notă:Uneori, celulele sanguine pot semăna cu Leishmania procesată, așa că este foarte important ca tehnicianul de laborator să fie atent și să aibă suficientă experiență pentru a le examina independent.

Metodă de depistare a leishmaniei într-un frotiu de infiltrat cutanat

Reactivii necesari sunt similari cu analiza anterioara.

Materialul de testat este obținut din conținutul de tuberculi sau ulcerații existente. Dacă se suspectează leishmanioza, răzuirea se face foarte atent cu bisturiul, fără sânge. Apoi preparatul se prepară pe sticlă. Pentru a asigura acuratețea rezultatelor obținute, sunt examinate simultan mai multe preparate.

Dacă există o boală printre macrofage, fibroblaste prezente în materialul de testat, celule limfoide De asemenea, este detectată leishmania.

Metodă de izolare a unei culturi pure de Leishmania obţinută prin răzuirea ţesuturilor patologice

Cu această metodă de diagnosticare a protozoarelor, răzuirea țesuturilor sunt plasate într-un mediu nutritiv special în care Leishmania se înmulțește activ.

Înainte de a lua răzuirea, pielea este tratată temeinic cu alcool, apoi se face o incizie în tubercul, de pe fundul căreia se scoate conținutul și se pune într-o eprubetă cu mediu. Materialul este luat de mai multe ori, după care este pus în diferite eprubete. Apoi cultivarea are loc într-un termostat la o temperatură de 22-24 de grade. Rezultatele sunt evaluate la microscop. Această metodă este folosită atunci când altele, mai ieftine și moduri rapide Diagnosticul protozoarelor este ineficient.

Puteți vedea cum testele pentru prezența protozoarelor folosind o picătură de sânge sunt descifrate în practică, urmărind recenzia video:

Lotin Alexander, editorialist medical